Produção de Arcabouços Tridimensionais Bioativos para Bioengenharia Óssea



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Produção de Arcabouços Tridimensionais Bioativos para Bioengenharia Óssea
Roberta H. Mendonça1,2, Marysilvia F. da Costa1, Rossana, M. S. M. Thiré1

1Programa de Engenharia Metalúrgica e de Materiais, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro (RJ), Brasil

2Departamento de Engenharia Química, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica (RJ), Brasil

E-mail: rossana@metalmat.ufrj.br



Resumo. O uso do poliéster microbiano poli(3-hidroxibutirato) - PHB, do polissacarídeo quitosana e da proteína fibronectina na bioengenharia óssea vem sendo estudado devido, dentre outros fatores, às interações favoráveis destes materiais com osteoblastos. Neste trabalho, arcabouços porosos bioativos foram produzidos por meio de uma nova metodologia que envolve o inchamento de uma matriz densa de PHB e quitosana em solução de fibronectina, seguido por liofilização. Os arcabouços foram analisados por microscopia eletrônica de varredura (MEV), quimioluminescência, ensaios mecânicos e análise de citotoxicidade. Imagens de MEV mostraram a presença de poros interconectados constituídos por uma estrutura porosa de quitosana inserida na estrutura de PHB. O processo de formação de poros foi atribuído à capacidade de inchamento da quitosana. Foi confirmada a presença de fibronectina na superfície e no interior da estrutura de poros do arcabouço. Os arcabouços apresentaram módulo de compressão igual a (18,0 ± 0,03) MPa, sendo próximo ao valor observado para o osso trabecular. Testes “in vitro” indicaram que os arcabouços não são citotóxicos. A composição química, a distribuição do tamanho de poros, o módulo de compressão e a não-toxicidade indicam que os arcabouços à base de PHB/quitosana/fibronectina produzidos por esta metodologia têm potencial para aplicação na regeneração do tecido ósseo.
Palavras-chave: arcabouços porosos, polihidroxibutirato, quitosana, fibronectina, bioengenharia óssea
1. INTRODUÇÃO
A bioengenharia tecidual pode ser definida como uma área multidisciplinar que aplica os princípios e métodos da engenharia e da ciência da vida no desenvolvimento de substitutos biológicos que restaurem, mantenham e melhorem funções teciduais ou mesmo que substituam tecidos degenerados (Olson et al, 2011; Atala & Lanza, 2001). O uso de arcabouços porosos para promover a proliferação e a diferenciação celular “in vivo” constitui uma das metodologias utilizadas para a regeneração tecidual baseada no uso de biomateriais (Tabata, 2009).

O poliéster microbiano, bioreabsorvível polihidroxibutirato (PHB) tem sido estudado para a produção de arcabouços para a bioengenharia tecidual (Ahmed et al., 2010; Misra et al.,2010; Costa-Pinto et al., 2011; Pereira et al., 2012). O PHB é compatível a vários tipos celulares, tais como osteoblastos, células epiteliais e condrócitos ovinos, possibilitando a adesão, espraiamento e proliferação celular (Cao et al., 2005; Filipczack et al, 2005; Thiré et al., 2007; Mendonça et al., 2009). Embora o PHB apresente boa biocompatibilidade, sua aplicação como biomaterial fica comprometida devido à sua fragilidade (Ikejima e Inoue, 2000). Uma das estratégias utilizadas para melhorar as propriedades mecânicas do PHB é combiná-lo com o polissacarídeo quitosana (Shih et al., 2007).

A quitosana é derivada da desacetilação da quitina e é composta por unidades de glucosamina e N-acetil glucosamina ligadas por ligações glicosídicas. É biocompatível, biodegradável e não é tóxica. Além disso, a quitosana é fisiologicamente inerte, possui afinidade com proteínas, é bactericida, é fungicida e, dentre outros fatores, possui atividade antitumoral. A quitosana pode ser moldada em diferentes geometrias e formas podendo ser utilizada na produção de arcabouços porosos. No entanto, o uso de quitosana como único material constituinte é limitado devido às suas propriedades mecânicas (Martino et al., 2005; Costa-Pinto et al., 2009)

São encontrados diversos exemplos na literatura onde o uso de quitosana alterou positivamente as propriedades do PHB em termos de citocompatibilidade (Cao et al., 2005; Peschel et al., 2008) e de propriedades mecânicas (Ikejima e Inoue, 2000). No entanto, na literatura há pouca informação a respeito de arcabouços porosos tridimensionais constituídos de PHB e de quitosana. Este fato pode estar relacionado ao fato de que uma das limitações de se misturar quitosana a poliésteres é a utilização de um solvente capaz de solubilizar tanto o poliéster quanto a quitosana. De fato existem poucos solventes comuns à quitosana e a poliésteres alifáticos podendo-se destacar o 1,1,1,3,3,3-hexafluoro-2-propanol (HFIP) e o dimetil sulfóxido (DMSO) (Chen et al., 2005) que são solventes caros e difíceis de ser completamente removidos. Outro problema encontrado é a impossibilidade de fundir, paralelamente, o PHB e a quitosana. Isto porque a quitosana sofre degradação térmica antes que o processo de fusão ocorra (López et al., 2008).

Mendonça et al. (2012) desenvolveram uma nova metodologia para produzir arcabouços tridimensionais de PHB e quitosana na qual uma matriz densa de PHB e quitosana (Pré-arcabouço) é confeccionada e a formação dos poros se processa baseada na capacidade de inchamento da quitosana, como esquematizado na Fig. (1). O inchamento da quitosana e o subsequente processo de liofilização promove a formação de uma estrutura porosa de quitosana no interior dos poros de PHB.


Fig. 1- Representação esquemática da produção dos arcabouços porosos
A produção de materiais bioativos que induzam respostas celulares específicas tem despertado o interesse da comunidade científica (Gomes et al., 2012). Esta nova classe de biomateriais deve interagir com moléculas biológicas e células na regeneração tecidual. Neste contexto, atenção tem sido dada às proteínas como a fibronectina (FN), que exerce um papel importante no comportamento celular regulando várias funções celulares, como adesão, espraiamento, migração diferenciação e proliferação (Lamotte et al., 2008). A fibronectina tem sido utilizada na modificação da superfície de dispositivos feitos de quitosana ou de PHB no intuito de melhor a adesão e a proliferação de osteoblastos (Gomes et al., 2012, Amaral et al., 2005, Mendonça et al., 2009).

O objetivo deste trabalho foi produzir arcabouços porosos de PHB/quitosana funcionalizados com FN, utilizando uma metodologia baseada no processo descrito por Mendonça e colaboradores (2012). No presente estudo, uma solução de FN foi utilizada para inchar o pré-arcabouço (Fig. (1)), permitindo, assim, a funcionalização não só da superfície, mas também do interior da estrutura porosa.



2. MATERIAIS E MÉTODOS
2.1 Produção dos arcabouços porosos de PHB e quitosana (APHB-QUI) e de arcabouços porosos de PHB e quitosana biossinalizados com fibronectina (APHB-QUIFN)
Para a produção dos arcabouços foram utilizados os seguintes polímeros como recebidos: quitosana na forma de pó (Polymar SA (Ceará, Brasil), grau de desacetilação = 72,5%) e PHB na forma de pó com massa molar ponderal média igual a 524.000 g.mol-1, fornecido pela PHB Industrial S/A (São Paulo, Brasil).

A produção dos arcabouços porosos foi conduzida em três etapas. Na primeira 10g de uma mistura na forma de pó de PHB e quitosana na proporção de 25% (p/p) foram adicionados a um balão volumétrico de fundo chato contendo 100 mL de uma mistura de clorofórmio e ácido acético na proporção de 96:4 (v/v). A mistura foi aquecida sob refluxo a um temperatura de 63oC por 2h sob agitação magnética. A solução resultante foi distribuída em moldes de vidro de 5mL e seca a 25oC por 72h. Nesta etapa foram produzidos pré-arcabouços denominados Pré-APHB-QUI. Na segunda etapa os pré-arcabouços foram imersos em um fluido para promover o inchamento da quitosana distribuída na matriz de PHB. Para a produção dos arcabouços porosos de quitosana (APHB-QUI) o inchamento foi feito com água destilada. Para a produção dos APHB-QUIFN o inchamento foi feito com solução de FN em tampão PBS (Phosphate buffered saline) pH 7,4 a 10 µg.mL-1. Em ambos os casos, os arcabouços ficaram submersos por 12 h e em seguida foram congelados em nitrogênio líquido. Na terceira etapa os Pré-arcabouços submetidos à etapa 2 foram liofilizados originando os seguintes arcabouços porosos: APHB-QUI (etapa 2 utilizando água) e APHB-QUIFN (etapa 2 utilizando solução de FN). A neutralização dos referidos arcabouços foi feita lavando-se, exaustivamente, o arcabouço em água destilada até a estabilização do pH da água de lavagem em 7.


2.3 Grau de inchamento (GI)
O grau de inchamento (GI) dos arcabouços foi determinado utilizando a Eq. (1) medindo-se a massa dos pré-arcabouços (produzidos na etapa 1) antes (M0) e após o inchamento (Mt) (no final da etapa 2 do item 2.1).
GI (%) = ((Mt-Mo)/ Mt) x 100 Eq. (1)

2.3 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
Pré-APHB-QUI,, APHB-QUI e APHB-QUIFN foram imersos em nitrogênio líquido e fraturados. As superfícies de fratura foram observadas em microscópio eletrônico de varredura JEOL JSM (modelo 6460 LV). Todas as amostras foram recobertas com uma fina camada de ouro obtida por pulverização a vácuo (20 mA por 2 minutos) e observadas na faixa de 10 KV a 15 KV.
2.4 Espectroscopia no infravermelho por transformada de Fourier (FTIR)
Para investigar possíveis interações entre o PHB, a QUI e FN, as amostras foram analisados em espectrômetro Perkin-Elmer (modelo 1720X) na região de 4000 a 600 cm-1.
2.5 Immunoblotting/ Quimiluminescência
Esta análise foi realizada para verificar se FN foi adsorvida aos arcabouços APHB-QUIFN. Para tal, os arcabouços APHB-QUIFN e APHB-CTS foram previamente lavados com etanol por 2 minutos, depois, lavados 3 vezes com tampão TBS (Tris-buffered saline) e bloqueadas por 12 horas em solução de MBS (N-hydroxysuccinimide ester a 4ºC). Após 2 lavagens com TBS por 10 minutos, os arcabouços foram incubados com anticorpo primário (anti-fibronectina produzida em ratos (Sigma-Aldrich, Brasil)) diluído 1: 250 em solução TBS por 2 horas. Em seguida, foram lavados 3 vezes com solução T-TBS por 10 minutos e incubados com anticorpos secundários conjugados à fosfatase alcalina (IgG de coelho anti-IgG humano) diluído 1:5000 em solução T-TBS por 1 hora. Após 2 lavagens sucessivas com TBS por 10 minutos e com MBS por 10 minutos, os arcabouços foram incubados com substrato quimioluminescente. Os arcabouços foram escaneados em um Fotodocumentador (MF ChemBis 3.2 – DNR, Bio-imaging Systems) capaz de obter imagens digitais de reações de quimioluminescência sucedidas sobre os arcabouços.
2.6 Dessorção de proteína da superfície do APHB-CTSFN
Os APHB-QUIFN foram incubados em meio de cultura para osteoblastos por 24h para avaliar a dessorção da FN. Depois de lavados em meio de cultura para osteoblastos os mesmos foram submetidos a um ensaio de ligação com anticorpo anti-fibronectina (descrito no item 2.6) para verificar a presença de FN ou não no arcabouço após a incubação em meio de cultura.
2.7 Ensaio mecânico de compressão
O APHB-QUI, e o APHB-QUIFN (com diâmetro igual 12 mm e altura igual a 3,6 mm) foram submetidos a ensaios de compressão. Os arcabouços foram posicionados no equipamento Instron 5567 com uma célula de carga de 2 KN e velocidade do travessão de 1,3 mm/min.
2.8 Estudo da degradação “in vitro” dos APHB-CTSFN
Os APHB-CTSFN foram inseridos em tampão acetato (0,1M) pH 5,0 para avaliar a degradação em meio ácido por até 60 dias a 37o C sob agitação constante. As amostras resultantes foram analisadas por MEV.
2.9 Análise da Citotoxicidade “in vitro” dos APHB-QUIFN e APHB-QUI
A análise de citotoxicidade dos APHB-QUIFN e dos APHB-QUI foi realizada com base no teste multiparamétrico de viabilidade celular por kit In Cytotox (Xenometrix) onde três parâmetros são avaliados: atividade mitocondrial (XTT), integridade membranar (vermelho neutro) e quantificação do material genético (cristal violeta) (De-Deus et al., 2009). Os arcabouços foram incubados por 24 h em meio de cultura sem soro, em estufa a 37ºC com atmosfera de 5 % de CO2 para obtenção do extrato. Os extratos produzidos foram incubados em cultura em placa com 96 poços por um período de 24h em estufa a 37ºC com atmosfera de 5 % de CO2. Ao final das 24h o sobrenadante foi descartado. Na sequencia o ensaio de XTT o qual quantifica a capacidade da enzima desidrogenase presente na mitocôndria de converter o sal tetrazólio hidrossolúvel XTT (cor amarela) em compostos de formazana (cor laranja) foi realizado. A absorbância foi medida em 480 nm. A análise da sobrevivência/ viabilidade foi realizada com base na capacidade das células incorporarem o corante vermelho (NR) neutro em seus lisossomos, acumulados na sua membrana íntegra. No final deste teste as células foram fixadas, o corante presente no seu citoplasma foi liberado por ação da solução de solubilização para o sobrenadante e a absorbância foi lida em 540 nm. A densidade celular foi avaliada por coloração do DNA com cristal violeta (CV); após eliminação do excesso do corante, a absorbância a 540 nm é proporcional à quantidade de células no poço. As leituras de absorbância foram realizadas em Leitor de Microplacas Synergy 2 BioTek. Na realização dos testes foram utilizados como controle positivo (citotóxico) solução de fenol a 2% e como controle negativo (nãocitotóxico) extrato de poliestireno. Todos os extratos foram avaliados em réplicas de 6 poços.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A Fig. (2) mostra uma imagem de MEV da seção de fratura do Pré-APHB-QUI. De acordo com a análise de MEV não houve formação de poros na etapa 1, o que significa que a simples evaporação do solvente não deu origem à estrutura de poros.

Os Pré-APHB-QUI foram submetidos à etapa de inchamento em água destilada e em solução de FN. Foi observado que o grau de inchamento do arcabouço (obtido pela Eq. (1)) foi de 203% para o arcabouço inchado em água e de 126% para o arcabouço inchado em solução de FN. Esta diferença no grau de inchamento pode estar relacionada à difusão do fluido para o interior do arcabouço. A molécula de água é pequena quando comparada à molécula de FN. Devido a isto a permeabilidade do arcabouço à água é maior do que à solução de FN.



Fig. 2 – Micrografia eletrônica de varredura da superfície de fratura do Pré-APHB-QUI produzido na etapa1. Observe que a evaporação do solvente não dá origem a uma estrutura porosa.
O Pré-APHB-QUI e o Pré-APHB-QUIFN foram congelados e, na seqüência, liofilizados para a obtenção da estrutura porosa. Os arcabouços resultantes foram analisados por MEV e as imagens da superfície de fratura dos mesmos são apresentadas na Fig. (3).

O APHB-QUIFN e o APHB-QUI apresentaram poros com diferentes morfologias. Esta diferença pode estar relacionada ao tipo de fluido utilizado na etapa de inchamento. O processo de congelamento pode ter dado origem a cristais com diferentes formas que ao serem eliminados na etapa de liofilização forneceram arcabouços com poros de diferentes morfologias. Além disso, é possível que a difusão de solventes nos Pré-arcabouços tenha afetado a formação de poros, originado regiões diferentes tamanho de poros e morfologia. O APHB-QUIFN apresentou poros arredondados (Fig. (3b)) ao passo que o APHB-QUI (Fig. (3a)) apresentou poros alongados. Da análise de MEV infere-se que o APHB-QUIFN é formado por arcabouços de quitosana inseridos na matriz de PHB (Fig. (3c), indicado por setas) de acordo com o proposto por Mendonça et al. (2012) para os arcabouços de PHB/quitosana inchados com água. Além disso, foi observado que o APHB-QUIFN apresentou tamanho máximo de poros igual a 110µm e APHB-QUI apresentou tamanho máximo de poros entre 200 e 210 µm. Isto pode estar associado ao diferente grau de inchamento visto que a formação de poros está associada à eliminação do fluido absorvido pela quitosana.

As dimensões macroscópicas e microscópicas dos arcabouços bem como o tamanho de poros dos mesmos têm influência no comportamento celular (Petel et al., 2008). Esses fatores afetam o transporte de nutrientes e consequentemente, a formação do tecido. No entanto, não há na literatura, um consenso a cerca do tamanho de poros adequados à formação do osso. De acordo com Roosa e colaboradores (2010), tamanho de poros na faixa de 10 - 2250 µm resultando em diferentes graus de desenvolvimento tissular. No entanto, poros na faixa de 100 - 400µm tem sido apropriados à osteocondução. Com base nesses dados pode-se dizer que o APHB-QUIFN e o APHB-QUI são, potencialmente, apropriados à engenharia óssea.


Região densa atribuída ao PHB

Arcabouço de quitosana





a

b

c

Região densa atribuída ao PHB

Arcabouço de quitosana




Fig. 3- Imagens de MEV da superfície de fratura dos APHB-QUI (a) e APHB-QUIFN (b, c).

O APHB-QUIFN e o APHB-QUI foram submetidos à análise de FTIR para investigar possíveis diferenças na composição química dos arcabouços. Tanto o APHB-QUI quanto o APHB-QUIFN apresentaram bandas características da quitosana na região de 3700 cm-1 a 2700 cm-1 relativas aos grupos hidroxil e amino a 3354 cm-1 e a 3291 cm-1, respectivamente. A comparação dos espectros de FTIR do PHB (Fig. (4d)), do APHB-QUI (Fig. (4b)) e da quitosana (Fig. (4a)) na faixa de 2400 cm-1 a 600 cm-1, mostrou a redução das bandas características de regiões cristalinas do PHB, provavelmente devido às interações entre o PHB e a QUI. As bandas a 1279 cm-1 e 1228 cm-1 foram suprimidas, o que pode indicar uma redução da cristalinidade do PHB devido a interações entre a cadeia de PHB e da quitosana. É possível que moléculas de água tenha ficado retidas no APHB-QUI devido ao aumento da contribuição de bandas de OH na região de 4000 cm-1 a 3000 cm-1. O APHB-QUI apresentou bandas que diferem tanto das do PHB quanto da QUI na região de 1700 cm-1 a 1500 cm-1. É possível observar um aumento na banda de amida secundária característica da QUI (Fig. (4b)) o que indica interação entre o PHB e a QUI. Além disso, a banda relacionada à carbonila do PHB (em 1720 cm1) foi deslocada para 1641 cm-1.




Fig. 4- Espectros de FTIR: (a) quitosana, (b) APHB-QUI, (c) APHB-QUIFN e (d) PHB
O espectro do APHB-QUIFN na região de 1700 cm-1 a 600 cm-1 apresentou bandas que diferem tanto do PHB quanto da quitosana sugerindo a sobreposição dessas bandas. De acordo com Lamotte, et al (2008) a região de 1500 cm-1 a 1800 cm-1 abriga bandas características da FN tais como: amida II correspondente às ligações NH de peptídeos (de 1500 a 1550cm-1), de COO- relativas ao grupos carboxílicos dos peptídeos Asp e Glu (de 1550 a 1500cm-1). Comparando o espectro da quitosana (Fig. (4a)) com o espectro do APHB-QUIFN (Fig. (4c)) fica nítido o aumento da banda situada na região de 1550 a 1500 cm-1 que está relacionada à presença de FN. Além disso, bandas características de aminoácidos podem ser observadas na região de 1610 a 1700 cm-1 (Lamotte et al., 2008).

Visando avaliar a eficiência da metodologia na biossinalização dos arcabouços, os APHB-QUIFN foram analisados por quimiluminescência e o resultado da análise pode ser observado na Fig (5). Na técnica de quimiluminescência um anticorpo é utilizado para se ligar à proteína. A presença de FN na superfície analisada é confirmada quando um sinal luminoso é emitido pela amostra. Com base na imagem apresentada na Fig (5a), conclui-se que o APHB-QUIFN contém FN visto que, toda a amostra emitiu um sinal luminoso, corroborando os resultados obtidos por FTIR. A Fig. (5b) mostra uma imagem do arcabouço após imersão em meio de cultura para osteoblastos por 24 h. Observa-se que parte da FN adsorvida à superfície do arcabouço foi dessorvida. No entanto, foi observado que a porção inferior do arcabouço (indicada por setas) apresentou luminosidade indicando a presença de proteína na estrutura de poros. Esta heterogeneidade na dessorção, provavelmente, deve-se ao fato do arcabouço ser constituído por dois materiais: um com forte interação com a FN, a quitosana, e outro não, o PHB.




a



b


Fig. 5 - Fotografia do APHB-QUIFN (a) antes e (b) após 24 h de imersão de meio de cultura para osteoblastos (região brilhosa associada à presença de FN).
O APHB-QUIFN apresentou módulo de compressão igual a (18.0 ±0.03) MPa mostrando-se mais resistente à compressão do que o APHB-QUI que apresentou módulo de compressão igual a (13.07 ± 0.01) MPa. Esta diferença pode ser atribuída às diferentes estruturas porosas dos arcabouços. De acordo com o valor obtido para o módulo de compressão tanto o APHB-QUIFN quanto o APHB-QUI possuem aplicação potencial na regeneração de osso trabecular (Hutmacher et al., 2007).

O APHB-QUIFN foi submetido à análise de degradação em tampão acetato a pH 5 para simular a resposta do material ao ambiente ácido durante a reabsorção osteoclástica. As imagens de MEV dos arcabouços degradados são apresentadas na Fig. (6). A Fig. (6a) mostra uma imagem de MEV do APHB-QUIFN antes da degradação onde é possível observar as bordas dos poros de PHB (indicadas por setas). Após 10 dias, ocorreu a degradação do arcabouço de quitosana alterando a distribuição do tamanho de poros. Os arcabouços degradados apresentaram poros maiores, variando de 10-350 µm. Esta nova faixa de tamanho de poros também é adequada à engenharia óssea (Roosa, et al.). Em função da diferença entre a taxa de degradação do arcabouço de quitosana e de PHB, pode-se sugerir que o APHB-QUIFN possa ser utilizado como sistema para liberação controlada de biomoléculas.



a



b


Fig. 6 – Imagens de MEV: (a) APHB-QUIFN e (b) APHB-QUIFN degradado após 10 dias.

Os arcabouços APHB-QUI e APHB-QUIFN foram submetidos ao teste multiparamétrico de viabilidade celular para avaliação de citotoxicidade. Os resultados das análises de XTT, NR e CVDE, são apresentados nas Figs. (7-9). Todos os resultados foram estatisticamente analisados para um intervalo de confiança com parâmetro p menor do que 0,05. A análise de XTT (Fig. (7)) mostrou que não há diferença significativa entre a atividade respiratória celular entre os arcabouços e o controle. A análise de NR (Fig. (8)) mostrou que não houve alteração significativa na viabilidade celular dos arcabouços em comparação ao controle. De acordo com os resultados da análise CVDE (Fig. (9)), a densidade celular também não foi afetada pelos arcabouços. Com base nesses resultados apresentados, tanto o APHB-QUI quanto APHB-QUI25%FN podem ser considerados não-citotóxicos.



Fig. 7 Resultado da análise de XTT para o APHB-QUI e o APHB-QUI FN





Fig. 8 Resultado da análise de vermelho neutro (VN) para o APHB-QUI e o APHB-QUIFN


Fig. 9 – Resultado da análise de CV para o APHB-QUI e o APHB-QUI FN

4. CONCLUSÕES
O inchamento do Pré-APHB-QUI utilizando água destilada ou solução de FN forneceu arcabouços porosos com diferentes composições. A utilização de FN na etapa de inchamento deu origem a um arcabouço biossinalizado com FN com módulo de compressão compatível com o osso trabecular humano. O APHB-QUIFN apresentou degradação heterogênea o que leva a crer que este arcabouço seja aplicável à liberação de biomoléculas que interajam preferencialmente com a quitosana presente no arcabouço, visto que esta degrada mais rápido do que o PHB. O tamanho de poros, o módulo de compressão, a composição química e a não-citotoxicidade do APHB-QUIFN fazem com que este biomaterial tenha aplicação potencial na Bioengenharia óssea.
AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem ao CNPq e à FAPERJ pelo apoio financeiro, a PHB Industrial S/A pela doação do PHB, à Unidade de Pesquisa Clínica do Hospital Universitário Antônio Pedro – HUAP/UFF pela realização dos testes de citotoxicidade e ao Laboratório de Bioquímica de Proteínas e Peptídeos da FIOCRUZ pela realização dos ensaios de quimiluminescência.
REFERÊNCIAS
A. H. Arkin, B. Hazer, 3 (2002) 1327.

A. L. Atala, R.P. Lanza, In: Atala A. Lanza RP, eds. Methods of tissue engineering. San Diego: Academic Press, 2001.

A.D. Martino, M. Sittinger, M. V. Risbud., Biomaterials, 26 (2005) 5983.

A.R. Costa-Pinto, V. M. Correlo, P. C. Sol, M. Bhattacharya, P. Charbord, B. Delorme, R. L. Reis,N. M. Neves, Biomacromolecules, 10 (2009), 2067.

C. Chen, X. Zhou, Y. Zhuang, L. Dong, J Polym Sci Part B: Polym Phys, 43 (2005), 35.

D. W.Hutmacher, J.T. Schantz,. C.X.F. Lam, K.C. Tan, T.C. Lim, J Tissue Eng Regen Med, 1 (2007) 245.

F. Amaral, M. Lamghari, S.R. Sousa, P. Sampaio, M.A.J. Barbosa, Biomed Mater Res A., 75, 2 (2005) 387.

F.A. López, A.L.R. Merc, F.J. Alguacil, A. López-Delgado, Therm. Anal. Calorim. 56 (2008) 633.

G. De-Deus, A. Canabarro, G. Alves, A. Linhares, M.I. Senne, J.M. Granjeiro, Basic Res. Technol., 35 (2009) 1387.

G. Peschel, H.M. Dahse, A. Konrad, J of Biomed Mater Res Part B, 85 A (2008)1072.



H. Shih, Biomaterials, 28 (2007),126.

I.F. Amaral, R.E. Unger, S. Fuchs, A.M. Mendonça, S.R. Sousa, M.A. Barbosa, A.P. Pêgo, C.J. Kirkpatrick, Biomaterials, 30 (2009) 5465.

J. L. Olson, A. Atala, J. J. Yoo, Chonnam. Med. J. 47 (2011) 1.

K. Filipczak, I. Janik, M. Kozicki, P. Ulanski, J. M. Rosiak, L. A.,Pajewski, R. M. Olkowski, P. Wozniak,

L. Baujard-Lamotte, S. Noinville, F. Goubard, P. Marque, E. Pauthe, Colloids Surf., B, 63 (2008) 129.

R.M. S. M. Thiré, T. O. Meiga, S. Dick, L. R. Andrade, Macromol. Symp. 258 (2007) 38.



R.H. Mendonça, R.M.S. Thiré, M. F. Costa, F.C. Silva Filho, Polímeros, 19 (2009) 143.

R.H. Mendonça, T.O. Meiga, M. F. Costa, R.M.S. Thiré, J Appl. Polym Sci (2012) – no prelo.

S. Gomes, I. B. Leonor, J. F. Mano, R. L. Reis, D. L. Kaplan, Prog. Polym, Sci. 37, (2012) 1.

S. K. Misra, T. I. Ansari, S. P. Valappil, D. Mohn, S. E. Philip, W. J. Stark, I. Roy, J. C. Knowles, V.

S.M.M. Roosa, Kemppainen, J.M.; Moffitt, E.N.; Krebsbach, P.H. Hollister, S.J. J of Biomed Mater Res Part A, 2010, 92A, 359-368.

T. Ahmed, H. Marc¸ M. Lawless, N. S. Wanandy, A. Chiu, L. J. R. Foster, Biomacromolecules, 11 (2010) 2707.

T. Ikejima, Y. Inoue, Carbohydr. Polym, 41 (2000) 351.

T.F. Pereira, M.F. Oliveira, I.A. Maia, J.V. L. Silva, M.F. Costa, R.M. S. M. Thiré, Macromol. Symp. (2012) – no prelo.

W. Cao, A. Wang, D. Jing, Y. Gong, N. Zhao, X. Zhang, J of Biomater Sci Polym Ed, 16 (2005), 16, 1379–1394.

W-J. Shih, Y-H. Chen, C-J, Shih, M-H., Hon, M-C. Wang, J Alloys and Compd, 434–435 (2007) 826.

Y. Tabata, J. R. Soc. Interface. 6 (2009), S311.



PRODUCTION OF bioactive 3d-scaffolds for bone tissue engineering
Roberta H. Mendonça1,2, Marysilvia F. da Costa1, Rossana, M. S. M. Thiré1

1Program in Metallurgical and Materials Engineering, Federal Rural University of Rio de Janeiro, Rio de Janeiro (RJ), Brasil

2Departament of Chemistry Engineering, Federal Rural University of Rio de Janeiro, Seropédica (RJ), Brasil

E-mail: rossana@metalmat.ufrj.br



Abstract. The use of the microbial polyester poly(3-hydroxybutyrate) – PHB, the polysaccharide chitosan and the protein fibronectin in bone tissue engineering have been studied mainly due to the favorable interactions between these materials and osteoblasts. In the present work, bioactive 3D scaffolds were produced using a new methodology based on the swelling of a dense PHB and chitosan matrix in fibronectin solution, followed by lyophilization. The 3D scaffolds were analyzed by scanning electron microscopy (SEM), chemiluminescence, mechanical tests and multiparametric cytotoxic assays. SEM images showed the presence of interconnected porous constructed of a chitosan porous structure into the PHB structure. The pores process formation was attributed to chitosan swelling capability. The presence of fibronectin on the surface and inside the pores structure of scaffold was confirmed. The 3D scaffolds presented compressive modulus equal to (18,0 ± 0,03) MPa, close to the value observed to cancellous bone. “In vitro” tests indicated that scaffolds were not cytotoxic. The chemical composition, the porous size distribution, the compressive modulus and the non-cytotoxicity indicated that the scaffolds based on PHB/chitosan/fibronectin produced by this new methodology has potential application in bone tissue regeneration.
Keywords: 3D- scaffolds, polyhydroxybutyrate, chitosan, fibronectin, bone tissue engineering.
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