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Referências
1. Issues relating to the use of BCG in immunization programmes: a discussion document. Geneva, World Health Organization, 1999 (WHO/V&B/99.23).


Bibliografia
Colditz GA et al. The efficacy of bacillus Calmette-Guerin vaccination of newborns and infants in the prevention of tuberculosis: meta-analyses of the published literature. Pediatrics, 1995, 96(1 Pt 1):2935.
FitzGerald JM. Management of adverse reactions to bacille Calmette-Guérin vaccine. Clinical Infectious Diseases, 2000, 31(Suppl. 3):S75–S76.
Leung CC et al. Efficacy of the BCG revaccination programme in a cohort given BCG vaccination at birth in Hong Kong. The International Journal of Tuberculosis and Lung Disease, 2001, 5(8):71723.
Rahman M et al. Is Bacillus Calmette-Guerin revaccination necessary for Japanese children? Preventive Medicine, 2002, 35(1):7077.
Rodrigues LC et al. Effect of BCG revaccination on incidence of tuberculosis in school-aged children in Brazil: the BCG-REVAC cluster-randomised trial. Lancet, 2005, 366:1290–1295.
Vaccines and biologicals. Part 1. Recommendations from the Strategic Advisory Group of Experts (SAGE). Weekly Epidemiological Record, 2001, 76:373380.
Anexo 1. Administração, leitura e interpretação do teste sensibilidade à tuberculina

Um TST é uma injecção intradérmica de uma combinação de antigénios micobacterianos que provoca uma resposta imunológica (hipersensibilidade de tipo retardado), representada por induração, que deve ser medida em milímetros. O TST usando o método de Mantoux é a forma de identificação de pessoas infectadas com o M. tuberculosis. O teste de multi-punctura não deverá ser usado para determinar se uma pessoa está infectada, porque estes testes não são fiáveis (pois a quantidade de tuberculina injectada intradermicamente não pode ser controlada com precisão).

Os detalhes de como administrar, lêr e interpretar umTST, são dados a seguir, usando 5 unidades de tuberculina (UT) PPD-S. Uma alternativa a 5 UT de tuberculina PPD-S é 2 UT de tuberculina PPD RT23.
Administração

1. Localizar e limpar o local da injecção 5–10 cm (2–4 polegadas) abaixo da articulação do cotovelo


  • Colocar o ante-braço com a palma da mão para cima numa superfície firme e plana.

  • Seleccionar uma área livre de barreiras (ex. escaras, feridas) para o teste.

  • Limpar a área com um algodão com alcoól.


2. Preparar a seringa

  • Verificar a data de expiração no frasco e assegurar que ele contem tuberculina PPD-S (5 UT por 0.1 ml).

  • Usar uma seringa de dose única com uma agulha pequena (¼ - a ½ polegadas) de calibre 27-com bisel curto.

  • Encher a seringa com 0.1 ml de tuberculina.


3. Injectar a tuberculina (vêr Figura A1.1)

  • Inserir a agulha devagar, com o bisel para cima num ângulo de 5–15 °.

  • A agulha do bisel deverá ser visível logo abaixo da superfície da pele.


4. Verificar o local da injecção

  • Após a injecção, deverá aparecer uma pápula intradérmica de 8–10 mm de diâmetro. Se não aparecer, repetir a injecção a pelo menos, 5 cm (2 polegadas) do local original.


5. Registar a informação

  • Registar toda a informação necessária requerida pela instituição (ex. data e hora da administração do teste, localização do local da injecção, número do lote da tuberculina).


Figura A1.1 Administração do teste cutâneo de tuberculina usando o método de Mantoux


Leitura

Os resultados deverão ser lidos entre as 48 e 72 horas após a administração. Um doente que não regresse dentro das 72 horas provavelmente necessitará de outro TST.


1. Inspeccionar o local

  • Inspeccionar visualmente o local da injecção com uma boa luz, e medir a induração (espessamento da pele), não o eritema (vermelhidão da pele).


2. Palpar a induração

  • Usar a ponta dos dedos para encontrar as margens da induração.


3. Marcar a induração

  • Usar as pontas dos dedos como um guia para marcar as margens da induração.


4. Medir o diâmetro da induração usando uma régua flexível

  • Colocar a linha “0” da régua na margem esquerda da induração.

  • Lêr a linha da régua na margem direita da induração (usar a medição mais pequena se ficar entre duas graduações na escala em mm).


5. Registar o diâmetro da induração

  • Não registar como “positivo” ou “negativo”.

  • Registar as medidas sempre em milímetros.

  • Se não houver induração, registar como 0 mm.


Interpretação
A interpretação do TST depende de dois factores:

  • diâmetro da induração;

  • risco da pessoa ter sido infectada com TB e risco da progressão a doença se infectada.

O diâmetro da induração de ≥5 mm é considerado positivo em:



  • crianças infectadas com o HIV

  • crianças gravemente malnutridas (com evidência clínica de marasmo ou kwashiorkor).

O diâmetro da induração ≥10 mm é considerado positivo em:

Todas as outras crianças (quer tenham ou não recebido a vacina BCG).
As causas de TST falsos-negativos e falsos-positivos são apresentadas na Tabela A1.1.
Tabela A1.1 Causas de TST falsos-negativos e falsos-positivos


Causas de TST falsos-negativos

Causas de TST falsos-positivos

Administração ou interpretação incorrectas do teste

Interpretação incorrecta do teste

Infecção com o HIV

Vacinação com o BCG

Armazenamento inadequado da tuberculina

Infecção com micobactérias não tuberculosas

Infecções virais (ex. sarampo, varicela)




Vacinação com vírus vivos (dentro de 6 semanas)




Malnutrição




Infecções bacterianas (ex. tifóide, lepra, pertussis)




Medicação imunosupressora (ex. corticosteroides)




Recém –nascidos




Imunodeficiências primárias




Doenças do s. linfático (ex. doença de Hodgkin, linfoma, leucemia, sarcoidose)




Hipoproteinémia




TB grave




Anexo 2. Procedimentos para obtenção de amostras clínicas para baciloscopias de expectoração

Este anexo faz a revisão dos procedimentos básicos, com métodos simples, para a obtenção de amostras clínicas em crianças, para a realização da baciloscopia da expectoração: expectoração, aspiração gástrica e indução da expectoração.


A. Expectoração
Antecedentes

Todas as amostras de expectoração produzidas pelas crianças, devem ser enviadas para baciloscopia e, sempre que disponível, cultura micobacteriana. As crianças que conseguem produzir uma amostra de expectoração podem ser infecciosas, portanto, como nos adultos, deve ser-lhes pedido para realizar a colecta ao ar livre e nunca num local fechado (como casas de banho) a não ser que haja um quarto especialmente equipado para este efeito. Devem ser obtidas três amostras: uma amostra imediata (na primeira avaliação), uma amostra na manhã do dia seguinte (matinal) e uma segunda amostra imediata ( na visita de controlo).


Técnica (adaptado- “Laboratory services in tuberculosis control. Part II. Microscopy (1))”
1. Tranquilizar a criança explicando-lhe (e a qualquer membro da família) as razões para a colecta de

expectoração.

2. Explicar à criança como lavar a boca com água antes da produção da amostra. Isto ajudará a

remover comida ou qualquer bactéria contaminante da boca.

3. Explicar à criança para realizar duas respirações profundas, sustendo a respiração por alguns

segundos após cada inspiração, e depois expirar devagar. Pedir-lhe para respirar uma terceira vez

e depois expirar com toda a força. Pedir-lhe para inspirar novamente e depois tossir. Isto deverá

produzir expectoração do fundo dos pulmões. Pedir à criança para manter o escarrador perto dos

lábios e para escarrar nele com cuidado, depois de uma tosse produtiva.

4. Se a quantidade de expectoração é insuficiente, encorajar o doente a tossir novamente até que

seja obtida uma amostra satisfatória. Recordar que muitos doentes não podem produzir

expectoração do fundo do pulmão em apenas alguns minutos. Dar à criança tempo suficiente para

que possa produzir uma expectoração que ela sinta que é produzida de uma tosse profunda.

5. Se não houver expectoração, considerar o escarrador como usado e deite-o fora de maneira

apropriada.
B. Aspiração gástrica
Antecedentes
As crianças com TB engolem muco contendo M. tuberculosis. A aspiração gástrica é uma técnica usada para colectar o conteúdo gástrico, para tentar confirmar o diagnóstico da TB por microscopia e cultura micobacteriana. Devido ao desconforto causado à criança, e geralmente baixa rentabilidade da microscopia com esta técnica, ela apenas deverá ser usada onde existirem a cultura e a microscopia. A microscopia pode algumas vezes dar resultados falsos-positivos ( em especial nas crianças infectadas pelo HIV e que estão em risco de terem micobactérias não-tuberculosas ). A cultura permite determinar a susceptibilidade dos organismos às drogas anti-TB.
O aspirado gástrico é usado para a colecta de amostras para microscopia e cultura micobacteriana nas crianças pequenas, que não conseguem expectorar de forma expontânea ou induzida, usando o soro salino hipertónico. É mais útil nas crianças pequenas hospitalizadas. Contudo, a rentabilidade diagnóstica (cultura positiva) de uma série de três aspirados gástricos é de apenas 25–50% em crianças com TB activa, portanto a baciloscopia ou cultura negativas nunca excluem a TB infantil. O aspirado gástrico é colhido nas crianças pequenas com suspeita de TB pulmonar. Durante o sono, o sistema mucociliar empurra o muco para a garganta. O muco é engolido e permanece no estômago até que este se esvazia. Além disso, as amostras com maior rentabilidade obtém-se logo no início da manhã.
Deve se realizado, em cada doente, o aspirado gástrico em três manhãs consecutivas. Este é o número que parece maximizar a rentabilidade da positividade das amostras. Notar que o primeiro aspirado tem a rentabilidade maior. A realização do teste de forma apropriada requer normalmente duas pessoas ( uma que realiza o teste e um assistente). As crianças não devem ter comido durante pelo menos 4 horas (3 horas nos bébés) antes do exame, e as crianças com contagem de plaquetas baixa ou com tendência para hemorragias, não devem realizar o exame.
É necessário o seguinte material:


  • luvas

  • sonda nasogástrica (normalmente nº10 ou maior)

  • seringa de 5, 10, 20 ou 30 cm3 , com conector apropriado à sonda nasogástrica

  • papel de litmus

  • contentor para o escarro

  • caneta (para marcar as amostras)

  • fichas de requisiçaõ do laboratório

  • água esterilizada ou soro fisiológico (0.9% NaCl)

  • solução de bicarbonato de sódio (8%)

  • alcoóol/clorexidina.


Técnica

O exame deve ser feito logo demanhâ no doente internado, quando acorda, na cama da criança ou num quarto de exames da enfermaria (se disponível), ou como doente ambulatório (desde que a unidade sanitária esteja devidamente equipada). A criança deve ter comido há pelo menos 4 horas (bébés há 3 horas) antes do exame.

1. Arranjar um assistente para ajudar.

2. Preparar todo o material antes de iniciar o exame.

3. Colocar a criança de costas ou de lado. O assistente deve segurar a criança.

4. Medir a distância entre o nariz e o estômago, para avaliar a distância necessária para inserir a sonda no estômago.

5. Ligar uma seringa à sonda nasogástrica.

6. Inserir com cuidado a sonda no nariz e avançá-la até ao estômago.

7. Aspirar o conteúdo gástrico (2–5 ml) com auxílio da seringa ligada á sonda nasogástrica.

8. Para verificar se a posição da sonda está correcta, faça o teste do conteúdo gástrico com o papel de litmus: litmus azul passa a vermelho (em resposta ao conteúdo ácido do estômago.(Isto pode também ser realizado injectando algum ar (ex. 3–5 ml) da seringa no estômago e ouvindo com estetoscópio em cima do estômago.)

9. Se não fôr aspirado nenhum fluído, injectar 5–10 ml de água esterilizada ou soro fisiológico e tentar aspirar novamente.


  • Se mesmo assim não houver sucesso, tentar de novo ( mesmo que a sonda esteja numa posição incorrecta e a água ou o soro fisiológico fôr inserido nas vias aéreas, o risco de efeitos secundários é muito pequeno).

  • Não repetir mais do que três vezes.

10. Aspirar o conteúdo gástrico (idealmente pelo menos 5–10 ml).

11. Transferir o fluído gástrico da seringa para um contentor estéril (colector de expectoração).

12. Adicionar à amostra um volume equivalente de solução de bicarbonato de sódio (de forma a neutralizar o conteúdo ácido gástrico e assim prevenir a destruição dos bacilos da TB).
Após o exame

1. Limpar o contentor da amostra com alcoól/clorexidina para prevenir a infecção cruzada e rotular o

contentor.

2. Preencher a ficha de requisição do laboratório.

3. Transportar, o mais rápido possível (dentro de 4 horas), a amostra (numa caixa refrigerada) ao

laboratório para análises.

4. Se o transporte levar mais de 4 horas, colocar a amostra na geleira (4–8 °C) e mantê-la até ser

transportada.

5. Dar à criança a sua comida habitual.
Segurança

A aspiração gástrica normalmente não é uma técnica que provoque aeróssois. Como as crianças pequenas também têm um risco pequeno de transmitirem a infecção, a aspiração gástrica pode ser considerada uma técnica de baixo risco de transmissão da TB e pode ser realizada com segurança na cama da criança ou num quarto de exames de rotina.



C. Indução da expectoração

Notar que, ao contrário da aspiração gástrica, a indução da expectoração é uma técnica geradora de aerossóis. Portanto, sempre que possível, esta técnica deve ser realizada num quarto isolado, que tenha medidas adequadas de controlo da infecção (pressão negativa, luz ultravioleta (acendida quando o quarto não estiver a ser usado) e um extractor de ar).


A indução da expectoração é considerada um exame de baixo risco. Muito poucos efeitos secundários foram comunicados, e incluem tosse, pieira ligeira e hemorragia nasal. Estudos recentes mostraram que esta técnica pode ser realizada com segurança mesmo nas crianças pequenas (2), embora o pessoal necessite de formação e material especializado para realizar este exame em tais doentes.
Abordagem geral

Examinar a criança antes do exame para garantir que se encontra suficientemente bem para a sua realização.

As crianças nas seguintes situações não devem fazer a indução da expectoração:


  • Jejum inadequado: se a criança não estiver em jejum durante pelo menos 3 horas, adiar o exame até ao tempo apropriado.

  • Sindroma de dificuldade respiratória (incluíndo a respiração rápida, pieira, hipóxia).

  • Intubação.

  • Hemorragia: contagem de plaquetas baixa, tendência para sangrar, epistaxis grave (sintomático ou contagem de plaquetas <50/ml sangue).

  • Nível de consciência reduzido.

  • História significativa de asma (diagnosticada e tratada por um clínico).


Exame

1. Administrar um broncodilatador (ex. salbutamol) para redução do risco de pieira.

2. Administrar um nebulizador salino hipertónico (3% NaCl) por 15 minutos ou até que 5 cm3 da

solução tenham sido completamente administradas.

3. Fazer fisioterapia se necessário; isto é útil para mobilizar as secreções.

4. Nas crianças mais velhas que conseguem expectorar, seguir as indicações descritas na Secção A

acerca da colecta da expectoração.

5. Nas crianças incapazes de expectorar (ex. crianças pequenas), fazer o seguinte: (i) sucção das

narinas para remoção das secreções nasais; ou (ii) aspiração nasofaringea para colectar uma

amostra adequada.


Todo o material que fôr reutilizado necessita de ser desinfectado e esterilizado antes de ser usado no doente seguinte.

Referências


  1. Laboratory services in tuberculosis control. Part II. Microscopy. Geneva, World Health Organization, 1998 (WHO/TB/98.258).




  1. Zar HJ et al. Sputum induction for the diagnosis of pulmonary tuberculosis in infants and young children in an urban setting in South Africa. Archives of Disease in Childhood, 2000, 82:305–308.


Anexo 3. Abordagem das crianças com TB resistente às drogas

Mono e multi-resistência

A resistência à isoniazida e/ou rifampicina é a mais importante, pois estas duas drogas formam o pilar da quimioterapia actual. No caso em que é conhecida ou suspeita a mono-resistência à isoniazida, quando se inicia o tratamento, recomenda-se a adição de etambutol à isoniazida, rifampicina e pirazinamida na fase intensiva. Algumas autoridades também recomendam a adição do etambutol na fase de manutenção que é de 6–9 meses. Nos doentes com doença mais extensa, deve considerar-se a adição de uma fluoroquinolona e o prolongamento do tratamento para um mínimo de 9 meses. A mono-resistência à rifampicina deverá ser tratada com isoniazida, etambutol e fluoroquinolona durante pelo menos 12–18 meses, com adição de pirazinamida nos primeiros 2 meses).


TB multidrogas-resistente

TB-MDR é a TB resistente a isoniazida e rifampicina, com ou sem resistência a outras drogas anti-TB. TB-MDR nas crianças resulta principalmente da transmissão de um caso de TB no adulto com estirpe de M. tuberculosis que é MDR, e além disso muitas vezes não é suspeitada a não ser que uma história de contacto com um adulto com TB pulmonar MDR seja conhecida. O tratamento é difícil – recomenda-se a referência a um especialista. Alguns princípios básicos de tratamento:



  • Não adicionar uma droga a um regime que falhou

  • Tratar a criança de acordo com o padrão de sensibilidade às drogas da estirpe de M. tuberculosis (e usando a história de tratamento) do caso contacto, se uma amostra da criança não fôr possível.

  • Usar pelo menos quatro drogas com a certeza de serem eficazes.

  • Usar o tratamento diário apenas; é essencial o tratamento directamente observado.

  • Aconselhar o prestador de cuidados da criança, para apoiar na aderência até completar o tratamento e informar sobre efeitos secundários.

  • O seguimento é essencial: clínico, radiológico e bacteriológico (cultura de micobactérias em todas as crianças com doença inicial confirmada por bacteriologia no diagnóstico).

  • A duração do tratamento depende da extensão da doença, mas na maioria dos casos será de 12 meses ou mais (ou pelo menos 12 meses depois da última cultura positiva).

  • Com dosagem correcta, são observados poucos efeitos secundários a longo termo, nas crianças, com qualquer das drogas de segunda linha, que como se sabe, são mais tóxicas, incluindo a etionamida e as fluoroquinolonas.

As crianças com TB- MDR deverão ser tratadas com as drogas de primeira linha para as quais a sua estirpe de M. tuberculosis (ou a do caso fonte ) é sensível, incluindo a estreptomicina, etambutol e a pirazinamida. O etambutol é bactericida em doses mais altas, portanto doses diárias até 25 mg/kg deverão ser usadas nas crianças em tratamento para TB-MDR-TB. A Tabela A3.1 sumariza as drogas anti-TB de segunda linha (ou de reserva) para o tratamento da TB-MDR nas crianças.



Tabela A3.1 Drogas anti-TB de segunda-linha para o tratamento da TB-MDR nas crianças


Drogas

Modo de acção

Efeitos secundários comuns

Dose diária recomendada

Variação

(mg/kg peso)

Máximo

(mg)

Etionamida ou protionamida

Bactericida

Vómitos, distúrbio gastrointestinal a

15–20

1000

Fluoroquinolonasb

Ofloxacina

Levofloxacina

Moxifloxacina

Gatifloxacina

Ciprofloxacina



Bactericida

Bactericida

Bactericida

Bactericida

Bactericida


Artropatia, artrite

15–20

7.5–10


7.5–10

7.5–10


20–30

800



1500


Aminoglicósidos

Kanamicina

Amikacina

Capreomicina



Bactericida

Bactericida

Bactericida


Ototoxicidade hepatotoxi-cidade

15–30

15–22.5


15–30

1000

1000


1000

Cicloserina ou terizidona

Bacterios-tático

Psicose, alterações neurológicas

10–20

1000

Ácido para-

aminosalicilico



Bacterios-tático

Vómitos, distúrbio gastrointestinal

150

12 000

MDR, resistente a múltiplas drogas



a Pode ser ultrapassado dividindo inicialmente a dose diária e começando com uma dose menor por uma ou duas semanas.

b Embora na maioria dos países, não seja autorizado o uso das fluoroquinolonas nas crianças,em muitos casos, o benefício de tratar crianças com TB - MDR com uma fluoroquinolona ultrapassa o risco.


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